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Apr 25, 2024

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 1644 (2023) Citar este artículo

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La investigación de nuevos dispositivos médicos implantables es una de las áreas más atractivas, aunque complejas, del campo biomédico. El diseño y desarrollo de dispositivos suficientemente pequeños que funcionen en un entorno in vivo es un desafío, pero la encapsulación exitosa de dichos dispositivos lo es aún más. Los métodos estándar de la industria que utilizan vidrio y titanio son demasiado costosos y tediosos, y la encapsulación con epoxi o silicona es propensa a la entrada de agua, siendo los pasacables el punto de falla más frecuente. Este artículo describe un método universal y sencillo para el encapsulado confiable de placas de circuito que logra el cumplimiento de la norma ISO10993. Se mecanizó un molde de PVDF de dos piezas utilizando un centro de mecanizado convencional de 3 ejes. Luego, se colocó la placa de circuito con un paso hermético en el molde y se inyectó resina epoxi en el molde bajo presión para llenar la cavidad. Finalmente, la biocompatibilidad se mejoró aún más con un recubrimiento de polímero P3HT inerte que puede formularse fácilmente en forma de tinta. La biocompatibilidad de los encapsulantes se evaluó según ISO10993. La resistencia de la solución presentada en comparación con el encapsulado de silicona y el encapsulado de epoxi se evaluó mediante inmersión en solución salina tamponada con fosfato a 37 °C. El método propuesto mostró resultados superiores al PDMS y al simple encapsulado con epoxi.

En los últimos años, una parte distinta de la investigación en el campo biomédico se centró en el desarrollo y creación de prototipos de dispositivos médicos implantables, principalmente biosensores y actuadores (es decir, neuroestimuladores). En los dispositivos implantables comercializados, los materiales más comunes utilizados para la encapsulación son el vidrio y el titanio debido a su extremadamente baja permeabilidad al agua y biocompatibilidad1. Sin embargo, la fabricación de estos recintos herméticos es tediosa y costosa2, especialmente para pequeños prototipos destinados a fines de investigación.

Sin embargo, tener un material hermético (o casi hermético) y biocompatible que encapsule el dispositivo resuelve solo la mitad del problema. Con algunas excepciones, todos los dispositivos médicos implantables requieren pasacables para exponer los elementos sensores al tejido circundante o para enviar señales de estimulación eléctrica. La cuestión más importante es el aislamiento de la electrónica del entorno externo. Los diseños simples que encapsulan el dispositivo con cables sin ninguna protección contra la entrada de líquidos son propensos a la exposición de los componentes electrónicos a los líquidos. Esto puede verse limitado por elecciones de diseño cuidadosas y simulaciones FEM que pueden detectar modos de falla, como fracturas y delaminación3.

Un artículo de revisión de. Ahn et al.2 brindan una descripción general sobre diversos procesos y materiales que se usan o podrían usarse para la fabricación de dispositivos médicos. Los materiales inorgánicos (como Al2O3, SiO2) se basan principalmente en ALD (“deposición de capa atómica” y/o CVD (“deposición química de vapor”), que son costosos y no están ampliamente disponibles, especialmente para la creación de prototipos a pequeña escala o incluso prototipos únicos. Las pruebas a largo plazo indicaron que el recubrimiento fino de PDMS4 no proporciona suficiente protección contra la humedad sin el llamado calafateo PDMS que se realizó con el recubrimiento Parylene CVD. Otros polímeros que se probaron para determinar su encapsulación biocompatible incluyen la poliimida (que requiere una temperatura de 400 °C para lograr una unión exitosa que limita las aplicaciones a circuitos integrados desnudos) y encapsulación LCP (polímero de cristal líquido) que requiere unión térmica, incluida la aplicación de presión. El PDMS generalmente se aplica de dos maneras: recubrimiento por rotación para capas delgadas y encapsulado para capas gruesas.

Gran parte de la investigación actual sobre dispositivos implantables recurre a un simple encapsulado con PDMS, pulverización directa o recubrimiento con brocha5,6,7 de dispositivos completamente ensamblados. Si bien este es el método más sencillo y que también proporciona una superficie del implante suave y no traumatizante, tiene la desventaja inherente de una permeabilidad al agua muy alta, alrededor de dos órdenes de magnitud mayor que la que tienen los epoxi8. Además, crear conductos sellados en silicona es un gran desafío debido a la muy baja energía superficial y, por lo tanto, a la adhesión a otros materiales9. La tensión mecánica del pasamuros flexible también puede provocar fallas prematuras, especialmente cuando se utilizan polímeros que pueden exhibir una baja energía superficial. Generalmente se deben utilizar adhesivos o imprimaciones especiales cuando se desea una unión a prueba de fallos con vidrio/metal/polímero. Sin embargo, esto introduce sustancias químicas que podrían dañar la biocompatibilidad del dispositivo. La combinación de alta permeabilidad al vapor de agua y baja adhesión a los sustratos conduce a la formación de burbujas de aire en la superficie de los componentes electrónicos encapsulados donde el agua puede condensarse y posteriormente causar fallas prematuras7,10. En los circuitos electrónicos digitales, la inmunidad inherente de los buses de comunicación digitales a la corriente de fuga puede permitir el funcionamiento con algo de líquido presente en la placa, aunque acortará la vida útil del dispositivo debido a la corrosión. Sin embargo, los circuitos analógicos sensibles con entradas de alta impedancia pueden verse gravemente afectados por una pequeña corriente de fuga. Cualquier corriente de fuga también se traduce directamente en un mayor consumo de energía y, por tanto, en una menor duración de la batería. También son comunes las fallas por corrosión de la placa de circuito impreso o de sus componentes7. Algunas investigaciones también utilizan envases de viales de vidrio con un posterior recubrimiento de epoxi en la abertura11, lo que limita la forma del dispositivo.

También hay investigaciones previas que describen la fabricación exitosa en laboratorio de un dispositivo implantable herméticamente sellado, pero a menudo comentan que la encapsulación es muy tediosa, especialmente cuando se crean pasacables herméticos9,12. El uso de PDMS para la encapsulación puede obligar a los investigadores a proporcionar capas de encapsulante y longitudes de paso de cable excesivamente gruesas (al menos unos pocos milímetros) para lograr una protección suficiente. Un método más sencillo y compatible con prototipos para una fabricación confiable a pequeña escala que permitiría espesores de encapsulante de 0,5 mm o menos podría fomentar un mayor desarrollo en el campo, permitiendo crear implantes más pequeños o utilizar el espacio adicional para aumentar la capacidad de la batería y/o agregar funcionalidad. También se ha utilizado13 un encapsulado simple utilizando una placa de Petri o un molde simple de una pieza y se ha validado con éxito en términos de funcionalidad, pero dicha técnica de moldeo crea un borde afilado en la parte superior del dispositivo y también obliga al diseño a tener una parte superior plana que sea indeseable para algunas aplicaciones. Un diseño liso y curvo del dispositivo encapsulado sin bordes traumatizantes (es decir, afilados) puede reducir sustancialmente el rechazo de cuerpos extraños por parte del tejido blando2,14. Algunas fuentes mencionan el recubrimiento manual del epoxi en la superficie del paquete electrónico sin ningún control sobre la forma final del dispositivo y control sobre el diseño de los pasamuros15. Se informó del uso de un molde de PTFE para el encapsulado de epoxi en implantes de neuroestimulación, pero la forma del dispositivo moldeado se limitaba a un anillo con bordes afilados16.

En el método presentado, que es compatible con prototipos y se puede utilizar para tiradas de semiproducción, la placa de circuito impreso se encapsula en un epoxi que cumple con la norma ISO10993 con la ayuda de un pequeño molde de inyección mecanizado por CNC a partir de fluoruro de polivinilideno (PVDF). El uso de un molde de inyección permite una total libertad de forma, a diferencia de los métodos que se basan únicamente en el recubrimiento o el simple encapsulado. La presencia de esquinas afiladas debido a los componentes electrónicos puede aumentar la tasa de rechazo del dispositivo implantable. En el método presentado, la biocompatibilidad se puede mejorar aún más proporcionando una capa delgada de polímero P3HT (poli(3-hexiltiofeno-2,5-diilo)) biocompatible que se formula en una tinta y se recubre por inmersión en la superficie del epoxy. Este material se utilizó debido a su capacidad para adaptar sus propiedades de adhesión a la superficie celular con modificaciones adicionales de la superficie17. El camino capilar directo para el ingreso de líquido a los componentes electrónicos se corta con un paso hermético de compresión Kovar de vidrio en miniatura que se moldea directamente en el dispositivo encapsulado. En ocasiones, la biocompatibilidad del dispositivo implantable se asume en función de los materiales utilizados y sus certificaciones. Esta suposición puede dar lugar a problemas, ya que la biocompatibilidad puede verse afectada por cualquier proceso o contacto con un contaminante, empezando por una mezcla inadecuada del epoxi multicomponente/PDMS, un esquema de curado incorrecto que conduce a una alta concentración de monómeros/oligómeros sin reaccionar, mecanizado de el molde con herramientas y/o refrigerante contaminados, uso de refrigerante inadecuado, inhibición del curado causada por la incompatibilidad entre el epoxi/PDMS y el dispositivo encapsulado, etc. Muchas investigaciones actuales no evalúan la biocompatibilidad del producto final y se basan únicamente en la biocompatibilidad conocida de el material base. Para evaluar exhaustivamente el potencial del método presentado, se realizó una descripción completa del método presentado con la posterior calificación de los dispositivos finalizados de acuerdo con ISO10993 para demostrar su viabilidad con énfasis en experimentos in vivo a corto y mediano plazo (se evaluó el potencial de ingreso de agua). durante 15 días).

Este método está destinado a investigadores que desarrollan dispositivos médicos implantables personalizados o que buscan un método biocompatible de encapsulación de sensores, conjuntos de conectores, etc. El método se demuestra en una maqueta de un dispositivo médico implantable que consta de dos circuitos simples que se Se utiliza para caracterizar la durabilidad de la encapsulación. Se anima a otros investigadores que replican este método a modificar el diseño de las herramientas y los materiales utilizados de acuerdo con sus necesidades específicas.

Todos los procedimientos experimentales con animales se llevaron a cabo en condiciones ambientales estándar en el establecimiento para animales acreditado del NIPH, Praga, República Checa (16OZ23091/2017-17214), de conformidad con las normas europeas de cuidado y bienestar animal (Directiva 2010/63/UE). . Los estudios fueron autorizados por el Ministerio de Salud de la República Checa (LLNA-MZDR 6593/2019-4/OVZ, prueba de irritación por administración intracutánea (intradérmica)-MZDR 60413/2017-3/OVZ). Después de los experimentos, los animales de prueba fueron sedados por separado con isoflurano (5%) y posteriormente sacrificados humanamente con una sobredosis de CO2. Los procedimientos experimentales con animales siguieron las pautas de ARRIVE.

La selección de voluntarios y los métodos de prueba cumplieron con la Declaración de Helsinki de la AMM (1964, modificada en 2013) y las Directrices Éticas Internacionales para la Investigación Relacionada con la Salud en Seres Humanos (CIOMS, 2016). El estudio se realizó de acuerdo con la norma ISO 14155 (2020) y fue aprobado por el Comité de Revisión Ética del Instituto Nacional de Salud Pública. Los 30 voluntarios dieron su consentimiento informado por escrito antes de que se permitiera su participación en el estudio.

Las placas de circuito impreso (PCB) implementan un circuito RC simple con un diodo. Un dibujo compuesto del diagrama esquemático y del circuito está disponible como Figura complementaria S1. El propósito de la placa de circuito es proporcionar una plataforma de prueba para detectar fácilmente cualquier ingreso de humedad que pudiera cambiar el comportamiento eléctrico o corroer los componentes y las trazas de cobre cuando se exponen a una solución salina. Además, no se realizó ninguna máscara de soldadura ni baño de estaño/oro no electrolítico para aumentar intencionalmente la vulnerabilidad de las trazas a la corrosión. Normalmente, se recomienda una máscara de soldadura y un recubrimiento de níquel-oro no electrolítico (ENIG) de todos los conductores expuestos debido a su neutralidad electroquímica.

Se fabricaron un total de 12 PCB despanelizados que se dividieron en cuatro grupos: encapsulación de silicona (PDMS) (“PDMS1-3”), encapsulación solo de epoxi (“EPOXY1-3”), encapsulación de epoxi con pasamuros herméticos (“HERM1-3”). ”) y control: sin encapsulación ni exposición a la solución salina (“CTRL1-3”). Los pasamuros herméticos se obtuvieron de Xi'an Elite Electronics, tipo JMC-1553. El proceso de llenado de PCB, despanelado y soldadura del pasamuros hermético para el grupo HERM se muestra en la Fig. 1. En otros grupos, se soldó cable recubierto de FEP de 34 AWG.

Fabricación de placas de circuito impreso; (a) tablero despoblado; (b) tablero poblado; (c) detalle de un tablero despanelizado; (d) paso hermético soldado a la PCB.

Después de soldar, todos los PCB se limpiaron en un baño de alcohol isopropílico a 60 °C durante 15 minutos, luego en un baño de limpieza ultrasónico Shesto UTFLU (solución al 5% en agua desionizada) durante 10 minutos a 50 °C y 50 W de potencia de ultrasonido. El uso de un producto específico para la eliminación del fundente es obligatorio porque el alcohol puro no elimina completamente el fundente y otros contaminantes. Después de eso, el agua residual y el removedor de fundente se expulsaron sumergiendo los dispositivos en alcohol isopropílico fresco a temperatura ambiente durante 15 minutos con agitación magnética. Luego, los PCB se despanelizaron con tijeras, los bordes se lijaron ligeramente para eliminar las rebabas y se lavaron nuevamente con alcohol isopropílico. Después de eso, los PCB se almacenaron en un ambiente libre de polvo. Se deben utilizar guantes durante todo el proceso de limpieza y al manipular los PCB para evitar contaminación que pueda alterar las propiedades eléctricas que se medirán más adelante y para evitar depósitos que puedan comprometer la unión epoxi.

A continuación, se mecanizó un molde de PVDF en una fresadora CNC de 3 ejes con un tornillo de banco de mecanizado y un mandril de torno de 3 mordazas. Se utilizó una varilla de PVDF con un diámetro de 60 mm para mecanizar ambas mitades del molde. Se eligió PVDF debido a su coeficiente de fricción y energía superficial extremadamente bajos, lo que permite un fácil desmoldeo sin aerosoles de silicona ni agentes desmoldeantes similares. Si no se dispone de un refrigerante de inundación de aceite estándar o de emulsión de agua sintética o podría estar contaminado por un mecanizado anterior, se puede utilizar una neblina de aire a alta presión con una mezcla de alcohol isopropílico y agua DI 50:50 para enfriar la herramienta y reducir el corte. efectivo. Como esta mezcla refrigerante no tiene propiedades inhibidoras de la oxidación, es importante continuar con el mecanizado lo más rápido posible y, una vez finalizado el trabajo, limpiar cualquier residuo de agua de la máquina, incluidas las virutas húmedas de PVDF. Además, es necesario tratar las piezas de acero con un spray de aceite penetrante (como WD-40) o refrigerante por inundación para evitar daños a la máquina. En el caso de fresadoras CNC de bajo coste construidas a partir de extrusiones de aluminio, se puede tener menos cuidado ya que las piezas de aluminio no se corroen. Si se utiliza un refrigerante estándar de MQL (lubricación de cantidad mínima), se debe tener especial cuidado durante la limpieza del molde terminado para evitar la contaminación. Además, si la máquina se utilizó anteriormente para la fabricación de piezas metálicas, pueden quedar pequeños fragmentos de metal en el refrigerante que podrían incrustarse en el plástico más blando.

El diseño de la herramienta para moldeo por inyección se muestra en la Fig. 2. El modelo 3D en formato STEP se proporciona como Información complementaria S2. El color beige indica dos mitades de molde de PVDF, el color verde indica dos pasadores laterales de PTFE para la formación de un orificio lateral en la pieza terminada y el color rojo muestra la forma final esperada del producto encapsulado, incluyendo la compuerta y los bebederos. Dos mitades encierran las dos cavidades que están llenas con el encapsulante. Al igual que durante el diseño de un molde de inyección de plástico normal, se utilizó un diseño de puerta lateral con dos bebederos y puertas en la parte inferior media. Debido a la baja rigidez del PVDF, ambas mitades se mantienen unidas mediante 8 pernos para reducir o evitar la formación de “relámpagos” (formación de un borde muy delgado de material entre las mitades del molde). Una forma alternativa de presionar las dos mitades del molde entre sí es no usar pernos sino comprimir las dos mitades juntas en un tornillo de banco. La entrada para el epoxi fue diseñada para coincidir con los mezcladores que se suministran con los cartuchos de epoxi, como se muestra en la Fig. 3d.

Diseño de moldes de inyección.

Proceso de encapsulación; (a) PCB insertados en el molde; (b) molde cerrado con pasadores laterales presentes; (c) cartucho de epoxi con el molde; (d) inserción del mezclador estático a la compuerta; (e) después de la separación de las mitades del molde; (f) vista detallada de los dispositivos encapsulados; g) prueba con PDMS negro para proporcionar una mejor visibilidad; (h) Piezas de PDMS con bebederos visibles y parte de la compuerta.

Para el mecanizado del molde se utilizaron un total de 5 herramientas. Sólo se utilizaron herramientas con un diámetro inferior a 6 mm para mostrar la viabilidad del método con enrutadores CNC de 3 ejes económicos basados ​​en extrusión de aluminio (comúnmente conocidos en la industria con los nombres genéricos “CNC3020”, “CNC4030”, etc.). Las rutas de herramienta fueron generadas por el entorno CAM del software Autodesk Fusion 360. Para el refrentado, taladrado de agujeros y desbaste en general, se utilizó una fresa de extremo HSS de 3 flautas y 4 mm de diámetro y una fresa de extremo de 3 mm de diámetro. Para mecanizar los bebederos, canales de salida donde se coloca el pasamuros hermético o cable y para mecanizar los orificios para pasadores laterales, se utilizó una fresa HSS de 4 canales de 1 mm de diámetro. Para mecanizar la forma interior de la cavidad, se utilizó un molino de bolas HSS de 4 canales y 1,5 mm de diámetro. Los hilos se realizaron manualmente con un macho de espiral manual. Los pasadores laterales de PTFE se mecanizaron utilizando una fresa de extremo de 4 mm con una operación de mandrinado exterior. Los parámetros de corte específicos (velocidad de rotación de la herramienta, velocidades de avance, velocidad de viruta por diente, ancho de corte, etc.) deben determinarse según las recomendaciones y la experimentación del fabricante de la herramienta. Las máquinas de menor rigidez generalmente pueden requerir velocidades de avance más bajas y velocidades de rotación más altas de las herramientas. Sin embargo, velocidades de rotación demasiado altas pueden provocar que el material se derrita debido al calor excesivo. Tenga cuidado al utilizar herramientas eléctricas y use el equipo de protección personal recomendado (es decir, protección para los ojos).

El molde está diseñado para acomodar dos PCB llenos. El diseño de los dispositivos encapsulados finales se eligió arbitrariamente para mostrar varias características que se pueden lograr con esta tecnología. La mitad superior del molde contiene la entrada, que es un orificio de 4 mm de diámetro. Se inserta un mezclador estático de epoxi en la entrada antes de la inyección. Luego, el flujo de epoxi se divide en dos (o más en el caso de moldes de múltiples cavidades) bebederos (canales) que transportan el epoxi a la entrada de la pieza (“compuerta”). La puerta se abre a la cavidad del molde donde el epoxi inyectado crea la forma deseada de la pieza. La regla general según nuestros hallazgos es que la sección transversal del bebedero y de la compuerta debe estar entre 1 y 3 mm2. Una sección transversal más pequeña conduce a presiones de inyección más altas, mientras que las más grandes aumentan las pérdidas de epoxi. La mitad superior también contiene dos pasadores de ubicación y 8 orificios para pernos M4. La mitad inferior del molde es considerablemente más sencilla. Contiene dos orificios de localización que encajan en los pasadores de la otra mitad del molde. En lugar de orificios para pernos M4, se proporcionan roscas. El pequeño hueco en la parte superior se usa para insertar una herramienta para dividir las dos mitades fácilmente durante el desmoldeo. Se perforan dos agujeros, uno para cada pieza terminada, en todo el molde. En este orificio se coloca un pequeño pasador de PTFE. Esto crea un orificio lateral en la pieza terminada que podría usarse para una rosca o para ayudar de otro modo durante la inmovilización del dispositivo implantable. Las dos partes cónicas de ambos lados se pueden utilizar para pinzas o lazos endoscópicos. El cable o pasamuros hermético se utilizó para sujetar la PCB en el medio del molde, de modo que el epoxi encapsule la electrónica por completo.

Después de colocar dos PCB llenos en el molde y cerrar el molde con pernos, se inyectó PDMS (Easycomposites AS40) o epoxi (Loctite EA M-31 CL) a través del puerto de entrada hasta que comenzó a salir por el área superior, lo que indica una completa llenar. Para el epoxi, se utilizó un mezclador estático que mitigó la formación de burbujas. Para PDMS, los dos componentes se mezclaron primero en un recipiente separado, se aspiraron durante unos minutos para desairear el PDMS y luego se transfirieron a la jeringa, preferiblemente desde el fondo del recipiente (donde la concentración de burbujas de aire debería ser más baja). El epoxi se eligió en función de su biocompatibilidad y se recomendó su uso en el ensamblaje de dispositivos médicos. Se eligió el PDMS debido a su muy baja contracción, siendo un PDMS de curado por adición. El PDMS curado por adición que utiliza catalizador a base de platino no requiere la presencia de agua/humedad para curar o curado acetoxi que deja ácido acético corrosivo en las proximidades de la silicona de curado. La mezcla sin reaccionar debe inyectarse lentamente para evitar la formación de burbujas de aire que imposibilitarían un llenado completo. En el caso del molde presentado, el tiempo de inyección aconsejado de principio a fin fue de unos 30 s. Luego, se recuperó el cartucho de resina epoxi junto con el aplicador y se cubrió la entrada con un trozo de cinta para evitar fugas de epoxi. El curado se puede realizar a temperatura ambiente durante 24 h o a una temperatura elevada de 60 °C durante 4 h.

Después del curado, primero se retiraron todos los pernos del molde. Luego, se insertó un destornillador plano en la ranura de la parte superior del molde y las dos mitades se expandieron lentamente para dividir las dos mitades del molde. Según los experimentos iniciales, se recomienda aplicar una fuerza pequeña durante un período más largo en lugar de una fuerza excesiva rápidamente para evitar daños mecánicos al molde y/o a los dispositivos encapsulados. Todo el proceso de moldeo y desmolde se visualiza en la Fig. 3. Todos los tipos de dispositivos encapsulados que fueron sometidos a pruebas de rendimiento se muestran en la Fig. 4. Cuando se soltó la parte superior del molde, la entrada y los bebederos se desalojaron antes de desalojar el Dispositivos encapsulados. Luego, las puertas se recortaron con un bisturí afilado y se lijaron los bordes si todavía había exceso de material. En el extremo opuesto de los dispositivos encapsulados, el proceso fue similar. En este punto se realizaron pruebas preliminares del circuito para verificar su funcionalidad. Cualquier posible monómero y oligómero que no hubiera reaccionado se lavó enjuagando los dispositivos encapsulados en alcohol isopropílico y agua varias veces. Luego, el molde se limpió mecánicamente para eliminar los restos de epoxi y posteriormente se lavó minuciosamente con alcohol isopropílico y agua para eliminar los residuos. El molde no debe almacenarse con los pernos apretados para evitar tensiones permanentes en el material que podrían causar una falla preliminar de las roscas en la mitad roscada del molde.

Varios dispositivos encapsulados: PDMS, epoxi y epoxi con pasamuros herméticos y revestimiento P3HT opcional.

Los dispositivos encapsulados se pueden recubrir además con P3HT (poli(3-hexiltiofeno-2,5-diilo, 94,2 % regioregular de Ossila), un polímero conocido por ser biocompatible 18. Para evitar procesos de vacío costosos y a menudo escasamente disponibles (es decir, CVD o PVD ) que se utilizan comúnmente para la deposición de películas delgadas de parileno (otro polímero biocompatible utilizado para recubrir dispositivos médicos de producción)19, se utilizó un método que utiliza una tinta formulada a partir de un polímero P3HT que luego se puede aplicar a la superficie tratada.

Primero, se disolvieron 0,05 g del polímero P3HT en 24,95 g de cloroformo a temperatura ambiente con un agitador magnético. La proporción exacta no es crítica ya que es inevitable la evaporación parcial del disolvente. Se utilizó un vidrio de reloj colocado sobre el vaso para limitar la evaporación del disolvente. Después de 5 minutos de agitación, la solución de tinta P3HT se colocó en un recipiente de vidrio hermético y se almacenó en refrigeración. Se debe tener precaución durante la manipulación ya que la tinta es volátil, inflamable y tóxica debido a la presencia de cloroformo. Es necesario trabajar en una campana extractora con equipo de protección personal adecuado.

El recubrimiento de las placas de circuitos encapsulados se realizó sumergiendo los dispositivos encapsulados en la solución durante tres segundos. Luego, se recuperó el dispositivo y se mantuvo quieto hasta que el solvente se evaporó de la superficie. Durante la evaporación, el color cambió de naranja oscuro (estado disuelto del polímero) a color púrpura intenso (estado seco). Posteriormente se realizó un post-secado en un horno de convección a 50 °C durante 30 min para eliminar el disolvente residual. Después de eso, el polímero se puede limpiar de los conductos herméticos chapados en oro con cloroformo nuevo. Este procedimiento también se puede utilizar para cualquier parte del dispositivo encapsulado (electrodos externos, sensores, etc.).

Las pruebas de biocompatibilidad se realizaron en el Instituto Nacional de Salud Pública, Laboratorios de Toxicología, Šrobárova 49/48, 100 00 Praga 10, República Checa, Laboratorio No.1206, acreditado por el Instituto Checo de Acreditación según EN ISO/IEC 17025:2017. La biocompatibilidad de los materiales se evaluó utilizando muestras cuadradas estándar de 25 × 25 × 1 mm fabricadas con una técnica idéntica. Se fabricaron un total de 5 moldes a partir de la varilla de PVDF utilizando las mismas herramientas, refrigerante y máquina. Luego se vertió el epoxi en los moldes y se dejó curar a temperatura ambiente. Se realizaron un total de 200 muestras cuadradas. Estos se dividieron en dos grupos: “implant-epoxy” e “implant-p3ht”. El primer grupo contenía muestras de epoxi puro, mientras que el último grupo estaba recubierto con P3HT según el procedimiento descrito en “Formulación y aplicación del recubrimiento P3HT”.

La citotoxicidad in vitro se evaluó de acuerdo con la norma ISO 10993-520. Brevemente, después de 24 h de cultivo (37 °C, 7,5 % CO2), el cultivo celular 3T3 Balb/c (recomendado para la prueba por el Anexo A de la norma ISO 10993-5) se expuso a los extractos del material de prueba (extraídos según ISO 10993-12 en una proporción de 3 cm2/ml de DMEM con suero durante 24 h a 37 °C) y controles (lauril sulfato de sodio como control positivo, DMEM con suero como control negativo)21. Al final del tratamiento de 24 h, las células se tiñeron con tinte rojo neutro de acuerdo con el protocolo DB-ALM n.° 46 (0,2 ml de solución de rojo neutro por pocillo, 3 h de incubación, solución de desorbción de rojo neutro: etanol/ácido acético). El grado de citotoxicidad (es decir, la disminución de la viabilidad celular) se determinó cuantitativamente como la absorción de rojo neutro medida por el lector de fluorescencia-luminiscencia FLX800TBI (BioTek). La viabilidad de las células expuestas a los extractos del material de prueba que alcanza el 70% o más en comparación con el control negativo (DMEM con suero) confirma la ausencia de citotoxicidad.

La prueba de irritación mediante administración intracutánea (intradérmica) en animales se realizó de acuerdo con la norma ISO 10993-2322. Los materiales de prueba se extrajeron de acuerdo con la norma ISO 10993-1223 en una proporción de 6 cm2/ml (proporción exagerada que imita el peor de los casos) usando un solvente polar (solución salina) y un solvente no polar (aceite de semilla de algodón) durante 72 h a 37 °. C. Se inyectaron extractos y disolventes por vía intracutánea en el lomo de 3 animales (conejos albinos y hembras, después de 5 días de aclimatación) en cinco puntos en una cantidad de 0,2 ml, es decir, veinte puntos de aplicación en cada animal. La apariencia de cada sitio de inyección se observó a las 24 ± 2 h, 48 ± 2 h y 72 ± 2 h después de la inyección, y las reacciones tisulares se clasificaron según el "Sistema de clasificación para reacciones intracutáneas (intradérmicas)". Se calcularon las puntuaciones medias individuales para la muestra de prueba y el disolvente. La puntuación final de la muestra de prueba se calculó como la diferencia entre la puntuación media de la muestra de prueba y la puntuación media del disolvente (blanco). Si la puntuación final de la muestra de la prueba es 1,0 o menos, la muestra se considera no irritante.

La evaluación de la irritación de la piel humana se realizó según la norma ISO 10993-23 en un grupo de 30 voluntarios sanos. La selección de voluntarios y los métodos de prueba cumplieron con la Declaración de Helsinki de la AMM (1964, modificada en 2013)24 y las Directrices Éticas Internacionales para la Investigación Relacionada con la Salud en Humanos (CIOMS, 2016)25. El estudio se realizó de acuerdo con la norma ISO 14155 (2021)26 y fue aprobado por el Comité de Revisión Ética del Instituto Nacional de Salud Pública. Los voluntarios dieron su consentimiento informado por escrito antes de que se permitiera su participación en el estudio. Los materiales (2,5 x 2,5 cm) y el control positivo (20% SDS, 0,4 ml por parche) se aplicaron en la parte superior externa del brazo usando Hill Top Chambers (que contiene una gasa, diámetro 1,8 cm). Los parches se aplicaron progresivamente comenzando con una duración de 15 min y 30 min, hasta 1 h, 2 h, 3 h y 4 h. El peligro potencial de irritación de la piel se determinó comparando el número de voluntarios que produjeron una reacción cutánea (por ejemplo, eritema, edema, sequedad) después de la aplicación del material de prueba y el número de voluntarios que produjeron una reacción cutánea después de la aplicación del control positivo a intervalos de 24 ± 2 h, 48 ± 2 h y 72 ± 2 h después de la retirada del parche. Para la evaluación estadística de los resultados se utilizó la prueba exacta de Fisher.

La DPRA se realizó según OECD TG 442C27 con modificaciones menores. El ensayo se realizó en modificación de cisteína sola para predecir el potencial de interacciones químicas, comparando los valores de las muestras analizadas con la actividad medida del control negativo (acetonitrilo). Los péptidos que contienen cisteína se prepararon y purificaron mediante GenScript (Piscataway, Nueva Jersey). Brevemente, se mezclaron 50 µl del extracto probado (extraído según la norma ISO 10993-12 en una proporción de 3 cm2/ml en solución salina durante 72 h a 37 °C) con 750 µl de solución peptídica (0,5 mM en tampón de fosfato de sodio). , pH 7,5) y 200 µl de acetonitrilo y se incubaron en la oscuridad durante 24 h a 25 °C. Después de la incubación, la concentración relativa de péptidos se midió mediante cromatografía líquida de alto rendimiento en fase inversa (HPLC, Ecom HPLC) en una columna Chromolith-C18 (5,0 mm x 100 mm) con elución en gradiente y detección UV a 220 nm (Ecom UV/ Detector VIS) utilizando una curva de calibración lineal estándar externa. Se prepararon tres muestras de cada extracto analizado y cada muestra se midió por triplicado. Luego se calcularon los valores del porcentaje de agotamiento del péptido cisteína y se utilizaron en un modelo de predicción para clasificar una sustancia en una de cuatro clases de reactividad (< 13,89 %, mínima, 13,89–23,09 %, baja; 23,09–98,24 %, moderada; > 98,24 %, alta). clase de reactividad), que distingue a los sensibilizadores y no sensibilizantes (OCDE, 2019).

El ensayo LuSens28,29 se realizó según OECD TG 442D30. Las células fueron proporcionadas amablemente por BASF SE (Alemania) y se analizaron para detectar contaminación por micoplasma durante el uso rutinario. Brevemente, después de 24 h de cultivo (37 °C con 5 % de CO2), la línea celular de queratinocitos LuSens se expuso a los extractos del material de prueba (extraídos según la norma ISO 10993-12 en una proporción de 3 cm2/ml en DMEM y DMSO para 24 h a 37 °C). Los extractos de DMSO se diluyeron en D-MEM antes de agregarlos a la placa, lo que dio como resultado una concentración final de DMSO no citotóxico del 1%. Después de 48 h, se midió la actividad de la luciferasa utilizando el sustrato de luciferasa One-Glo (Promega) mediante un lector de placas (GLOMAX Multi Reader, Promega). Paralelamente, la viabilidad celular se determinó mediante el ensayo MTT, las concentraciones de formazán resultantes se midieron mediante el espectrofotómetro de microplacas de alto rendimiento Eon (BioTek Instruments) a 570 nm. En cada ejecución de la prueba se incluyeron un control positivo, dimetacrilato de etilenglicol que induce una expresión de luciferasa superior a 2,5 veces en comparación con los controles del vehículo, y un control negativo, ácido dl-láctico (5000 μM). Se llevaron a cabo dos corridas experimentales independientes con cada muestra analizada por triplicado. Para la aceptación del ensayo, deben estar disponibles al menos 3 concentraciones probadas con viabilidad superior o igual al 70%. El potencial sensibilizante del extracto probado está indicado si la actividad luciferasa iguala o excede una inducción de 1,5 veces en comparación con el control del vehículo apropiado en concentraciones que no reducen la viabilidad celular por debajo del 70%29, (Urbisch et al.29, Ramirez et al. .31).

La prueba LLNA:DA in vivo, basada en la determinación del número de células proliferantes en los ganglios linfáticos midiendo el ATP (trifosfato de adenosina) intracelular mediante un método de bioluminiscencia, se realizó de acuerdo con las normas ISO 10993-1032 y OECD TG 442A33. En el experimento se utilizaron ratones Balb/c hembra sanos (Charles River Laboratories, Alemania), de 8 a 12 semanas de edad, aclimatados durante 7 días. Se utilizaron cuatro animales por cada grupo experimental (control negativo—solución salina/aceite, control positivo—dinitroclorobenceno, grupos de prueba—tratados con el extracto en extractante polar (solución salina) y en extractante no polar (aceite de semilla de algodón), extraídos según ISO 10993-12 en una proporción de 3 cm2/ml de disolvente durante 72 h a 37 °C.

Brevemente, todas las muestras de prueba se aplicaron a la parte dorsal de ambas orejas de los animales en cada grupo de prueba en una cantidad de 25 µl por oreja los días 1, 2, 3 y 7 del experimento. El día 8, los animales de prueba fueron sedados por separado con isoflurano (5%) y posteriormente sacrificados humanamente con una sobredosis de CO2, se extirparon los ganglios linfáticos auriculares y se preparó una suspensión celular, se diluyó y se transfirió a tres pocillos paralelos de un microtitulado blanco. placa (100 µl por pocillo) y se mezcló con 100 µl de reactivo luminiscente Cell Titer-Glo (PROMEGA). La bioluminiscencia (en unidades relativas de luminiscencia) se midió mediante un luminómetro (GloMax-MultiDetection System, Promega). Los resultados se expresaron como Índice de Estimulación (SI), que se obtuvo comparando los valores promedio del grupo de prueba o del grupo de control positivo con el grupo de control negativo.

Para evaluar el rendimiento de diferentes materiales y tecnologías de encapsulación, se diseñó y utilizó una metodología similar a la utilizada en investigaciones anteriores5. Todos los dispositivos implantables se incubaron a 37 °C mientras se sumergían horizontalmente (para promover la entrada de agua) en una solución salina tamponada con fosfato a un pH de 7,4, que corresponde al pH normal de la sangre. En varios puntos de datos distintos (antes de la inmersión, después de 10 min, 1 h, 4 h, 1 día, 5 días y 15 días), los parámetros eléctricos del circuito electrónico integrado se evaluaron mediante mediciones eléctricas. Antes de la medición, los terminales expuestos o los extremos expuestos del cable se rociaron brevemente con agua desionizada y se secaron con una toalla de papel. La precisión de la medición del medidor usado (Lutron LCR-9184) a la frecuencia de medición seleccionada de 100 Hz y un rango de hasta 200 nF y 20 kOhm es ± (0,5% + 5 dígitos). El voltaje RMS de la forma de onda de excitación es de 600 mV. Para capacitancia, estos valores de incertidumbre son válidos cuando el factor de disipación es menor o igual a 0,1. En este escenario, el factor de disipación será de alrededor de 0,63 (un condensador de 100 nF y una resistencia de 10 kOhm en serie a 100 Hz, la ESR de un condensador cerámico a esta frecuencia es insignificante). Por lo tanto, según las recomendaciones del fabricante, era necesario compensar esto multiplicando por un factor \(\sqrt{1+{D}^{2}}=1.18\to \mathrm{approx}.\pm \left( 0,6\mathrm{\% }+ 5\mathrm{ dígitos}\right)\). La precisión final del medidor para el rango de medición seleccionado fue entonces \(\pm \left(0.6\mathrm{\% }+ 0.05\mathrm{ nF}\right)\) para capacitancia y \(\pm \left(0.5 \mathrm{\% }+ 0,05\mathrm{ kOhm}\right)\) para la resistencia.

El rendimiento del circuito de diodo se midió midiendo el voltaje directo a una corriente de 1 mA (para determinar si el circuito de diodo aún funciona) y después de eso, un breve pulso de CC inverso de 30 V con medición de corriente después de 100 ms para determinar el presencia de corriente de fuga causada por la entrada de líquido. La medición se realizó con un osciloscopio Keysight DSOX1102. La corriente se determinó midiendo el voltaje a través de una resistencia de 10 kOhm colocada en serie con el circuito. Este método de medición introduce un error debido a corrientes más altas debido a una pérdida sustancial de voltaje a través de la resistencia en derivación de 10 kOhm. Sin embargo, la medición sólo indica la presencia o no de corriente. Por esta razón, este método de medición se consideró aceptable para los fines de este estudio. La corriente de 1 mA es el estándar de la industria para medir el voltaje directo del diodo y el voltaje inverso de 30 V se eligió con respecto al voltaje máximo esperado que estará presente en los dispositivos implantables. Una revisión de la literatura en esta área sugirió que en la mayoría de los dispositivos implantables, el voltaje máximo está limitado a varios voltios y algunos estimuladores usan voltajes de hasta 30 V para proporcionar suficiente corriente cuando administran pulsos de neuroestimulación al tejido de alta impedancia34,35,36. Se eligió un tiempo de permanencia entre la aplicación del voltaje y la medición de 100 ms para medir la corriente en condiciones estables, sin presencia de efectos transitorios causados ​​por el encendido lineal de la fuente de alimentación del laboratorio. A continuación, para evaluar el posible cambio en la resistencia a la ruptura dieléctrica del epoxi, se probó el circuito del diodo al voltaje máximo permitido del diodo 1N4148 usado (100 V). Los otros dos terminales se conectaron para maximizar el campo E presente en el paso hermético (0,3 mm, lo que equivale a 333 V/mm de campo E).

Antes de realizar los experimentos, los criterios de aceptación (cuando se consideró que la encapsulación no falló) para la medición de ESR y capacitancia se establecieron en función de la precisión de medición del medidor LCR utilizado. Si el intervalo de error de medición de preinmersión y postinmersión se superpone, el dispositivo pasó la prueba. Si la desviación del valor de referencia era inferior al 5% del valor de referencia, el dispositivo aún se monitoreaba y se consideraba un "fallo parcial". Cuando la desviación excedió el umbral del 5%, el monitoreo de la unidad se detuvo porque la encapsulación falló por completo. En cuanto al circuito de diodo, durante la operación de polarización directa, el voltaje a través del diodo debe estar dentro de los valores normales para un diodo de silicio con una corriente de 1 mA (alrededor de 600 mV37. Durante la prueba de polarización inversa, el umbral se estableció en 1 µA a 30 V y 10 µA a 30 V a través de los terminales del diodo para falla parcial y completa, respectivamente.

Para verificar que el método de recubrimiento P3HT elegido no introduce cloroformo tóxico en el dispositivo, se realizaron análisis Raman y FTIR. Las muestras utilizadas eran idénticas a las utilizadas para las pruebas de biocompatibilidad (“pruebas de biocompatibilidad”).

Primero, utilizando una microscopía Raman confocal con excitación de 785 nm, potencia de 24 mW y lente de 50 ×, se realizó una exploración Z. El paso fue de 1 μm y la profundidad máxima de escaneo fue de 20 μm. También se escaneó una muestra pura de cloroformo y P3HT como referencia para comparación. Luego, los resultados de las mediciones se representaron y analizaron estadísticamente usando análisis estadístico multivariado para indicar la presencia o ausencia de cloroformo en la muestra de epoxi recubierta.

En segundo lugar, medición de microscopía FTIR utilizando cristal ATR de reflexión única. Luego se trazaron y compararon los espectros de cloroformo, P3HT y la muestra para proporcionar una fuente complementaria de datos para determinar si hay cloroformo presente en la muestra. La matriz de pruebas general, que incluye pruebas de biocompatibilidad, pruebas eléctricas y pruebas químicas, se muestra en la Fig. 5.

Matriz de prueba.

Los resultados de las pruebas de rendimiento se muestran en la Tabla 1. Se proporciona una tabla completa con mediciones como Tabla complementaria S3. El grupo de dispositivos PDMS (“PDMS1-3”) mostró la resistencia más baja: dos dispositivos fallaron en la marca de tiempo de 10 minutos y el otro dispositivo falló en 1 h. El dispositivo de mayor duración también mostró signos de falla parcial en la marca de tiempo de 10 minutos.

El grupo que solo utilizó epoxi (“EPOXY1-3”) fue el menos consistente, y los dispositivos fallaron después de 10 minutos, 1 hora y 1 día, respectivamente. No se observaron fallos parciales antes del fallo completo de la encapsulación.

Ninguno de los dispositivos con paso de epoxi y hermético (“HERM1-3”) falló por completo, todos los dispositivos sobrevivieron a la prueba de 15 días. Uno de los dispositivos presentó una falla parcial cuando después de 4 h y 15 días el valor de capacitancia/resistencia se desvió alrededor de 2%/2% y 3%/1%, respectivamente, lo que superó el error de medición del instrumento. Posteriormente, en los dispositivos encapsulados en epoxi, la corriente inversa del diodo cuando se aplicaron 100 V no superó 1 µA, los valores medidos fueron 0,0 µA, 0,2 µA y 0,0 µA.

Finalmente, ninguno de los dispositivos del grupo de control presentó un fallo parcial o total.

Para mostrar los efectos visibles del ingreso de líquido debido a una falla de encapsulación, se eliminó el encapsulante de un dispositivo del grupo PDMS (PDMS1) y de un dispositivo del grupo de paso hermético (HERM1). Si bien el dispositivo encapsulado PDMS se pudo liberar fácilmente del material de silicona con una incisión, el epoxi tuvo que rasparse manualmente con el uso de una pistola de aire caliente a 200 °C. Aun así, no fue posible limpiar completamente el epoxi de la placa de circuito sin usar aún más calor o fuerza. El uso de la fuerza provocó la rotura mecánica de los pasadores chapados en oro durante la manipulación, tras lo cual se detuvo la extracción para evitar daños mayores. Esto indica una unión muy fuerte del epoxi tanto a la placa de circuito como a las almohadillas y componentes soldados. La comparación se muestra en la Fig. 6. En la placa encapsulada PDMS, hay deslustre de cobre. Además, en la parte superior derecha, la presencia de un residuo verde puede indicar la presencia de sal de cobre (II). Sin embargo, en el tablero encapsulado con epoxi con paso hermético, la capa de cobre permaneció casi impecable. El oscurecimiento del epoxi en la esquina superior izquierda se debió al calentamiento necesario para eliminarlo. En el pasamuros hermético, después del calentamiento, se descubrió un residuo de color marrón claro. No era el polímero P3HT ya que no se disolvía fácilmente en cloroformo, bromobenceno o clorobenceno, que son los tres mejores disolventes para el polímero P3HT. Además, según las mediciones de espectroscopía Raman (Fig. 8), la mayor concentración del polímero se encuentra a unos pocos micrómetros debajo de la superficie, el polímero disuelto en cloroformo no penetra a través del dispositivo. Además, para proporcionar más datos para la decisión, el calentamiento del epoxi puro a 200 °C durante un período de más de 5 s produjo un residuo marrón en su superficie que era insoluble en cloroformo. Por lo tanto, la teoría más probable es que el residuo es un producto de descomposición del epoxi o una indicación de ingreso de agua (agua y/o sales que reaccionan con algunos de los materiales circundantes). La comparación probable de la ruta de entrada de agua se muestra en la Fig. 7. Según los resultados, cuando no hay un paso hermético presente, es mucho más probable que la delaminación durante el desmolde o el funcionamiento posterior del dispositivo cause la entrada de líquido que cuando hay un paso hermético presente. .

Comparación de corrosión (PDMS a la izquierda, epoxi con paso hermético a la derecha).

Comparación de la ruta probable de entrada de agua: (a) sin paso hermético; (b) con paso hermético.

Los resultados de las pruebas de citotoxicidad in vitro confirmaron la ausencia de efectos citotóxicos provocados por los extractos del material de prueba, los valores de viabilidad obtenidos en dos corridas independientes con extractos al 100% sin diluir fueron superiores al 70% en comparación con el control sin tratar (implante-epoxi 76,4% y 96,3%, implante-p3ht 90,5% y 90,4%, respectivamente).

Los resultados de la irritación intracutánea (intradérmica) in vivo no mostraron el potencial de producir irritación después de la inyección intradérmica de extractos de los materiales probados, ya que las puntuaciones finales de las muestras de prueba fueron inferiores a 1,0 (0,22 y 0,06 para implantes epoxi en solución salina y aceite). , respectivamente; 0,00 y 0,11 para implante-p3ht en solución salina y aceite, respectivamente).

Los resultados de irritación de la piel en un grupo de voluntarios humanos confirmaron una frecuencia sustancialmente menor de irritación de la piel en el caso de la aplicación de materiales de prueba que en el caso del control positivo, es decir, las muestras/prototipos probados designados como implante-epoxi e implante- p3ht no se consideró irritante importante para la piel. No se registraron reacciones cutáneas (eritema, edema, sequedad) para ninguno de los materiales probados.

El ensayo de reactividad peptídica directa in chemico (DPRA) no reveló potencial de sensibilización de las muestras ya que los valores de agotamiento de cisteína no alcanzaron el valor de corte para el modelo de agotamiento de cisteína (es decir, 13,89%), el valor medio de agotamiento para implante epoxi fue 1,3% y para implante-p3ht 1,4%.

La prueba de sensibilización cutánea in vitro LuSens no reveló ningún potencial de sensibilización para las muestras extraídas en D-MEM o DMSO. Los gráficos detallados están disponibles como Material complementario S4. Las barras representan el valor de inducción de la actividad luciferasa y la línea discontinua representa el valor de corte de la inducción de la actividad luciferasa (cambio de 1,5 veces). Las líneas de puntos representan la viabilidad de las muestras a las concentraciones utilizadas y la línea continua representa el valor de corte de la viabilidad (70%). La actividad de luciferasa no superó una inducción de 1,5 veces.

En cuanto a la sensibilización cutánea in vivo (LLNA:DA), los valores del índice de estimulación (SI) de los materiales probados fueron inferiores a 1,80, es decir, el valor límite para la predicción del potencial de sensibilización según el Reglamento (CE) nº 440 del Consejo. 2008. El SI para implante epoxi fue de 0,58 en solución salina y de 1,26 en aceite; El SI para implante-p3ht fue de 1,76 en solución salina y de 1,24 en aceite. Como ninguna muestra produjo un SI superior a 1,8, se considera que ambos materiales de prueba no tienen potencial de sensibilización cutánea in vivo.

Los resultados de la espectroscopía Raman para determinar la presencia de cloroformo en muestras recubiertas de epoxi se presentan en la Fig. 8. La banda de cloroformo de 667 cm-1 se superpone con la de epoxi, por lo que se usaron bandas de 262 cm-1 y 364 cm-1 para el análisis. . También se proporciona un detalle ampliado del gráfico para mostrar los resultados con mayor claridad. Se realizó un análisis estadístico multivariado (Fig. 9) para evaluar la presencia de cloroformo en la muestra. Tanto el análisis visual como el multivariado no mostraron presencia de cloroformo en las muestras medidas.

Resultados de la espectroscopía Raman.

Análisis multivariado de los resultados de la espectroscopía Raman.

Los resultados de la medición FTIR se muestran en la Fig. 10. La banda de 1221 cm-1 se superpone con el epoxi y no se puede utilizar para el análisis. Sin embargo, la banda de 779 cm-1 se superpone mínimamente con P3HT y no se superpone con epoxi. Los resultados proporcionan una prueba complementaria de que el cloroformo se incrusta en el polímero P3HT o en el epoxi.

Medición FTIR.

El método de encapsulación pasó con éxito varias pruebas según ISO10993. Fue evaluado biológicamente según ISO10993 en cuanto a citotoxicidad, sensibilización cutánea e irritación cutánea. Se utilizaron diferentes metodologías de evaluación, de acuerdo con los requisitos específicos de la prueba, in vivo, in vitro e in chemico, y ninguna de ellas mostró signos de citotoxicidad o potencial de irritación/sensibilización de la piel. Esto se demostró tanto para muestras recubiertas como sin revestir con P3HT. Según el Anexo A de ISO10993-138, el espectro de pruebas realizadas coincide con todas las categorías recomendadas para dispositivos implantables en tejido u hueso durante períodos de tiempo limitados (< 24 h) para uso en humanos. Sin embargo, antes de que se apruebe el uso de cualquier producto sanitario en la UE, el producto final debe someterse a una evaluación preclínica para cumplir los requisitos del Reglamento (UE) 2017/745 del Parlamento Europeo y del Consejo, sobre productos sanitarios (MDR ). En otras partes del mundo se aplican regulaciones similares. Sin embargo, esto queda fuera del alcance de los usos discutidos en este artículo.

El recubrimiento P3HT proporciona una capa barrera formada por un polímero que se sabe que es biocompatible, incluso cuando está presente dentro del citoplasma de las células en forma de nanopartículas18. La principal ventaja de este polímero es que puede funcionalizarse fácilmente para adaptar las propiedades de adhesión a la superficie celular17.

Se demostró que un paquete electrónico muy pequeño se puede encapsular exitosamente con un espesor de pared tan bajo como 0,4 mm, lo que coloca este método a la par con la encapsulación simple de tubos termorretráctiles, al mismo tiempo que se logra biocompatibilidad y libertad de forma. El hecho de que la forma del dispositivo encapsulado pueda modificarse fácilmente fresando características adicionales en el molde puede resultar extremadamente útil tanto para implantaciones endoscópicas como laparoscópicas. Con este método se pueden implementar fácilmente huecos o incluso agujeros para pinzas y lazos, como se ve en la Fig. 11. A diferencia de los métodos actuales que recurren al cepillado/pulverización o al simple encapsulado utilizando un molde de una sola pieza, se puede crear una forma totalmente no traumatizante. creado, reduciendo el riesgo de rechazo debido al daño mecánico del tejido.

Ejemplo de una función de agarre integrada en el dispositivo encapsulado.

Las mediciones de rendimiento mostraron claramente que para dispositivos pequeños con espesores de pared pequeños, el método presentado es superior al PDMS simple o al encapsulado epoxi sin pasamuros herméticos. Según las expectativas, el encapsulado PDMS no proporcionó suficiente protección y falló primero. La encapsulación únicamente con epoxi, en promedio, duró más, pero el método no fue consistente. Esto puede explicarse por el hecho de que la extracción de los componentes electrónicos encapsulados del molde requiere una pequeña fuerza que se traduce directamente en la unión entre el cable y el epoxi. En esta área pueden ocurrir grietas, delaminación o modos de falla similares. La variante con paso hermético demostró ser superior, y un dispositivo mostró signos de fallo de encapsulación parcial. Sin embargo, el cambio de parámetros del circuito fue en un porcentaje inferior de un solo dígito.

Un dato interesante fue que casi todos los dispositivos que fallaron lo hicieron de repente, no de forma gradual. Esto puede explicarse por el hecho de que la falla del circuito estuvo directamente relacionada con la delaminación entre el cable y el epoxi/PDMS y el posterior ingreso capilar del líquido a la superficie de la PCB, no con la transmisión de vapor de agua a través del material con condensación gradual en el TARJETA DE CIRCUITO IMPRESO.

Contrariamente a la creencia común, el uso de un disolvente tóxico (cloroformo) para el recubrimiento de P3HT no afectó en absoluto a la biocompatibilidad del dispositivo. Las pruebas realizadas in vitro e in vivo confirmaron una excelente biocompatibilidad de ambas muestras. Esto puede explicarse por el hecho de que, debido a su muy alta volatilidad, el cloroformo se evapora completamente durante la etapa de calentamiento y no se incrusta en la estructura del polímero P3HT o del epoxi. El tiempo total de recubrimiento hasta que el disolvente se evapora visualmente es inferior a 15 s, lo que también limita la posible difusión del disolvente al epoxi. Esto se confirmó mediante espectroscopía Raman y medición FTIR que no mostraron cloroformo residual en las muestras recubiertas. Los métodos de recubrimiento húmedo conllevan algunas preocupaciones medioambientales. Sin embargo, el hecho de que este método esté destinado a prototipos debería compensar las desventajas debido a su simplicidad. A continuación, el recubrimiento P3HT no es obligatorio; se utiliza principalmente para crear una superficie que se sabe que se puede adaptar a las aplicaciones finales18. El propio epoxi aplicado mediante el método descrito es biocompatible por sí solo. Este método también es económico. Aparte de la fresadora CNC de 3 ejes, no requiere ningún equipo especial. El coste total del material para encapsular uno de los dispositivos presentados fue de unos 21 dólares. Esto incluye el costo del epoxi de 0,81 USD (65 USD por el cartucho de epoxi de 50 ml, se utilizaron aproximadamente 1,25 ml de epoxi para dos dispositivos) y 0,02 USD por el polímero P3HT (120 USD por gramo de P3HT, aproximadamente 0,1 ml de tinta). se usó para dos dispositivos, lo que se traduce en 0,2 mg del polímero). El coste del paso hermético fue de 20 dólares. El costo del material para la fabricación del molde fue de 6,32 USD (el costo de una varilla de PVDF de 1 m de largo fue de 155 USD, se utilizaron alrededor de 4 cm para la fabricación del molde; el costo de una varilla de PTFE de 1 m para el fresado con pasador lateral fue de 2 USD). , se utilizó 6 cm). El desgaste de las fresas y molinos de bolas utilizados para la fabricación fue insignificante. Desde el punto de vista del equipamiento, según nuestra experiencia, se puede obtener una pequeña fresadora CNC de 3 ejes importada por menos de 1000 USD, incluidas herramientas económicas HSS (acero de alta velocidad) y un pequeño tornillo de banco de mecanizado.

Cabe señalar que los componentes electrónicos utilizados para probar el método de encapsulación se hicieron intencionalmente lo más vulnerables posible al medio ambiente. Esto se hizo para limitar la cantidad de factores que podrían distorsionar los datos medidos. La durabilidad de la electrónica se puede mejorar aún más con medios convencionales, es decir, proporcionando una máscara de soldadura para proteger las delgadas pistas de cobre, recubriendo el cobre expuesto con recubrimientos inertes (más comúnmente, chapado en oro por inmersión en níquel no electrolítico, ENIG) y/o rociando los PCB poblados con una capa de revestimiento conformado. Utilizando estas técnicas, se puede esperar que aumente la vida útil. El epoxi utilizado también es resistente a muchos disolventes orgánicos e inorgánicos y también se probó su resistencia al tratamiento a alta temperatura (envejecimiento térmico) a temperaturas de hasta 177 °C durante períodos prolongados sin perder la fuerza de unión al metal39. Por lo tanto, soldar al pasamuros hermético no afectará negativamente la unión epoxi al mismo. En cuanto a la rigidez dieléctrica, la estructura encapsulada se probó hasta 333 V/m, lo que debería satisfacer los requisitos de la gran mayoría de pequeños dispositivos implantables, incluida la comunicación inalámbrica donde la potencia de RF radiada es lógicamente limitada. El fabricante probó el encapsulante, Loctite EA M-31 CL, para detectar un voltaje de ruptura dieléctrica con un valor medido de 19,7 kV/mm39, que es casi un orden de magnitud mayor que el del aire.

El método presentado se adapta fácilmente a varios tipos y formas de dispositivos implantables, incluidos los complejos. Después de una cuidadosa consideración del tipo de material y repetidas pruebas de biocompatibilidad, las piezas del molde también se pueden fabricar mediante impresión 3D. Sin embargo, el mecanizado CNC suele dar como resultado una mayor precisión de las piezas y una coherencia general del proceso. Los pasamuros herméticos se pueden obtener en diferentes tamaños y tipos, lo que permite la realización de sistemas complejos de sensores o neuroestimulación multicanal. También se anima a los investigadores que utilizan este método a experimentar con varias resinas epoxi. El epoxi que se utilizó en este artículo está ampliamente disponible en pequeños cartuchos económicos directamente compatibles con mezcladores estáticos. Otros tipos de epoxis biocompatibles que se pueden utilizar incluyen Epotek Med-301-2, Master Bond EP30-4Med, Opti-tec 5006-1 y otros. El epoxi debe elegirse teniendo en cuenta la aplicación objetivo del dispositivo. Los próximos pasos que pueden conducir a una implementación exitosa en la práctica de fabricación en masa pueden incluir la adición de un sistema de expulsión (como los moldes de inyección de plástico convencionales) para simplificar el proceso de desmolde. Un molde mecanizado a partir de metal (preferiblemente acero) puede proporcionar una vida útil prolongada, pero puede ser propenso a adherirse con epoxi. Se pueden aplicar otros polímeros biocompatibles utilizando el método de recubrimiento húmedo para adaptar las propiedades de la superficie del dispositivo resultante.

Los hallazgos demostraron que el método de encapsulación presentado ofrece una mejor alternativa a los métodos de encapsulado epóxico o PDMS comúnmente utilizados sin el uso de moldes mecanizados personalizados. El molde mecanizado por CNC permite una total libertad de forma y la adición de un pasamuros hermético mejora considerablemente la resistencia contra la entrada de líquido debido a la delaminación y/o la unión insuficiente entre el encapsulante y los cables. Además, el método se calificó según ISO10993 (ISO 10993-5, ISO 10993-10, ISO 10993-12 e ISO 10993-23), un estándar relevante para la evaluación biológica de dispositivos médicos implantables. En general, se demostró que este método es rápido, económico, eficaz y garantiza la biocompatibilidad de los dispositivos encapsulados. Por lo tanto, proporciona a los investigadores una herramienta valiosa para crear rápidamente prototipos de nuevos dispositivos implantables activos que sean seguros para las pruebas preclínicas y limiten el rechazo de los implantes (tanto desde el punto de vista de la biocompatibilidad como de la forma no traumatizante del dispositivo). El trabajo futuro y la expansión de este método pueden centrarse en el desarrollo de encapsulantes con mayor adhesión a metales nobles o en el desarrollo de medidas de protección adicionales que puedan implementarse en la propia placa de circuito impreso, como el recubrimiento conforme.

Todos los datos necesarios para reproducir el método se proporcionan en el artículo o como material complementario.

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Descargar referencias

Esta investigación fue financiada por una subvención número GA UK 176119 y el proyecto de investigación Cooperatio Internal Disciplines, ambos otorgados por la Universidad Charles, República Checa; a continuación, del proyecto FEDER/FSE "Competitividad internacional de NIPH en investigación, desarrollo y educación en métodos toxicológicos alternativos" (Nº CZ.02.1.01/0.0/0.0/16_019/0000860) y del Ministerio de Salud, República Checa—conceptual desarrollo de una organización de investigación (“Instituto Nacional de Salud Pública—NIPH, IN: 75010330”).

Departamento de Tecnología Biomédica, Facultad de Ingeniería Biomédica, Universidad Técnica Checa de Praga, Kladno, República Checa

Marek Novák

Departamento de Biofísica Médica e Informática Médica, Tercera Facultad de Medicina, Universidad Carolina, Praga, República Checa

Marek Novák y Jozef Rosina

Departamento de Atención Sanitaria y Protección de la Población, Facultad de Ingeniería Biomédica, Universidad Técnica Checa de Praga, Kladno, República Checa

Josef Rosina

Centro de Toxicología y Seguridad de la Salud, Instituto Nacional de Salud Pública, Praga, República Checa

Hana Bendová, Kristina Kejlová, Alena Vlková, Marian Rucki y Lada Svobodová

Departamento de Cirugía General, Tercera Facultad de Medicina, Universidad Carolina, Hospital Universitario Královské Vinohrady, Praga, República Checa

Robert Gurlich

Departamento de Medicina Interna, Tercera Facultad de Medicina, Universidad Carolina, Hospital Universitario Královské Vinohrady, Praga, República Checa

Jan Hajer

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Conceptualización, MN, JR; análisis formal, MN, HB, KK, AV, MR, LS; análisis formal de datos, MN; metodología, MN, JR, JH, HB; validación, JR, RG, JH; visualización, MN; adquisición de financiación, JR, JH, KK; administración de proyectos, JR; redacción: borrador original, MN; redacción: revisión y edición, JR, RG, JH, HB, KK Todos los autores han leído y aceptado la versión publicada del manuscrito.

Correspondencia a Marek Novák o Jan Hajer.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Novák, M., Rosina, J., Bendová, H. et al. Método económico y fácil de crear prototipos para la encapsulación biocompatible de componentes electrónicos implantables con sobremoldeado de epoxi, pasamuros herméticos y revestimiento P3HT. Informe científico 13, 1644 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-28699-6

Descargar cita

Recibido: 31 de agosto de 2022

Aceptado: 23 de enero de 2023

Publicado: 30 de enero de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-28699-6

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